研究肽不是收获的，而是在树脂珠上一次构建一个氨基酸。该方法解释了为什么小瓶中存在反离子，以及为什么纯度百分比永远不会恰好为 100。本指南将介绍整个过程。
在固相合成中，链生长在 坚实的支持，从C-末端到N-末端，在脱保护和偶联的重复循环中。每个周期都会留下一个 小缺口，而这些缺陷就成为 HPLC 稍后必须去除的相关杂质。
为什么要有坚实的支撑？
因为它使分离问题消失：只要生长的肽附着在不溶性珠子上，所有多余的试剂都可以简单地洗掉。 如果没有这个技巧，每一步之后都需要完全纯化，对于三十个氨基酸的链来说这是行不通的。
罗伯特·布鲁斯·梅里菲尔德 (Robert Bruce Merrifield) 于 1963 年提出了这一原理，并因此于 1984 年获得诺贝尔化学奖。几乎当今存在的所有合成研究肽都是通过这条途径产生的。
循环
组装从 C 端延伸到 N 端，与核糖体的作用相反，并且由一个重复次数与氨基酸数量相同的循环组成。
- 1锚定
C 末端氨基酸固定在树脂上。这决定了稍后释放哪一端。
- 2脱保护
N 末端的临时保护基团被去除，以便该侧可以再次反应。在常见的 Fmoc 策略中，这是用碱完成的。
- 3耦合
下一个氨基酸以活化形式添加并形成新的 肽键 具有释放的 N 末端。然后清洗，循环再次开始。
- 4乳沟
链完成后，用强酸将肽从树脂上裂解下来，并除去剩余的保护基团。
杂质从哪里来
每次偶联和每次脱保护的产率都略低于 100%，并且在数十次循环中，这些不足会不断累积。 如果一个偶联失败，就会出现一条恰好缺少一个氨基酸的链。如果保护基团保留在原处，则会产生质量略有偏差的分子。
这些副产物与目标分子非常相似，因此需要分离足够精细才能将它们解析为单独的峰。这是如何运作的 什么是高效液相色谱法。实践中的纯化使用制备型 HPLC：相同的技术，现在用于分离而不是测量。
从树脂珠到小瓶
裂解通常使用三氟乙酸完成，这解释了为什么 TFA 抗衡离子会返回到最终产品中。 它们在小瓶内称重，不计算纯度百分比——准确地说是纯度和净肽含量之间的差异。
净化后到来 冻干：水通过升华而离开，剩下的就是小瓶中的粉末。然后通过以下方式确认身份 质谱分析，批次接收批号并与 证书。我们的门槛已经开启 质量标准.
此信息本质上是一般性和教育性的。 LYSENTA 提供研究肽 仅用于实验室和研究目的。不适合人类或动物食用，不是药物，也不是医疗建议。
关于肽合成的常见问题
什么是固相肽合成（SPPS）？
SPPS 是化学制备肽的标准方法。第一个氨基酸固定在固体支持物（树脂珠）上，之后每次构建一个氨基酸链。由于产品保持附着在支撑物上，因此可以简单地洗掉多余的试剂。
肽以化学方式构建在哪个方向？
从 C 末端到 N 末端——与核糖体的运作方式相反。从该方法得出结论：C 端氨基酸是锚定在树脂珠上的氨基酸。
为什么合成肽中含有 TFA？
因为用三氟乙酸将肽从支持物上裂解下来，然后通常用含有 TFA 的流动相进行纯化。剩下的是 TFA 抗衡离子：它们会增加小瓶中的重量，但不会增加 HPLC 的纯度百分比。
为什么合成的肽永远不是 100% 纯的？
每个周期的良率都略低于 100%，这些小缺陷会在数十个步骤中累积。结果是链缺少一个氨基酸或保留一个保护基团——与目标分子非常相似的化合物，因此必须被纯化出来。
